动物实验中各种不同给药途径的方法步骤分享给大家
一、 尾静脉注射
（1）首先，提取小鼠尾巴，将其放在鼠笼盖或者手背上，并进行适当的安抚；
（2）然后，将小鼠装入固定器中，盖紧盖子，并使尾巴朝外露出用酒精棉球擦拭小鼠尾巴或者用热水、浴霸加热，使其血管扩张；
（3）将尾巴拉直，使其红色静脉清晰可见；
（4）距离鼠尾尖1/3处进针，若进针畅通无阻，则说明针头在血管内；
（5）检查针管内有无回血，如有，则可以注射；
（6）用棉球按压注射点1min左右进行止血；
（7）最后，将小鼠从固定器取下，放回鼠笼中。
补充说明：
（1）大鼠尾静脉注射病毒量参考：文章“AAV9 supports wide-scale transduction of the CNS and TDP-43 disease modeling in adult rats”中给出：6周龄的年轻成年大鼠重约150g。文中AAV9 TDP-43 or AAV9 GFP, 一个典型的剂量是每kg大鼠给药3 x 1013 - 1 x 1014 v.g。确保体积不超过标准建议注射量体积（250克大鼠250-500μL）。对于年轻的成年大鼠，推荐的注射体积是200μl。
二、 颞/面静脉注射
（1）将一只幼崽直接放在湿冰上30-60秒，以麻醉动物。 由于存在低温相关并发症（包括心室颤动，组织缺氧和代谢性酸中毒）的风险，请勿将动物置于冰上太久。文章中告知，30-60秒足以减缓小鼠运动以允许注射。 如果需要更深的麻醉，吸入剂如1-2％的异氟烷可能是合适的。
（2）当动物在冰上时，向注射器中加入30μl伊文思蓝染料。
（3）当动物完全麻醉时（仍然呼吸但在冰上缺乏运动），在显微镜下移动它。对于右手注射，请将对着动物的枪口朝向右侧，将左手食指放在枪口上，左手中指放在耳塞尾部，使耳塞位于食指和中指之间。
（4）检查耳朵前方的毛细血管，当皮肤被操纵时会移动。毛细管并不是目标，而是识别颞/面静脉识别很重要。 接下来，找到毛细管下方的暗阴影静脉，无论皮肤位置如何，毛细管都保持固定。 颞静脉呈阴影状，向腹侧背侧，并进入颈静脉。
（5）进入颞静脉，针斜面向上。 如果正确插入，可以通过皮肤观察针斜角填充血液。 然后慢慢压下柱塞，注意静脉沿着脸部侧面漂白
（5）让针头在静脉内保持10-15秒，以防止注射剂回流。
说明：更多注意事项请阅读文章“Intravenous Injections in Neonatal Mice”。
三、 腹腔注射
（1）首先，从笼中提取小鼠尾巴，并将其放在手背上，进行适当安抚。
（2）然后，左手握小鼠，用拇指、食指捏住小鼠颈背部，用无名指及小指固定其尾和后肢，腹部向上，头呈低位。
（3）右手持注射器，插入小鼠腹部，注射部位为下腹部离腹白线约0.5cm 处，使针头与小鼠腹部约成 30°角刺入腹腔，针头刺入的速度要快，刚开始刺时会有一种明显的抵抗力，那是因为鼠皮具有韧性，后来突然会有一种抵抗力消失的感觉，说明针头已刺入腹腔内，此时回抽没有回血，说明针头没有进入脏器，就可以进行注射。（注意：针头刺入腹腔不宜超过 1cm，进针动作要轻柔，防止刺伤腹部器官）
（4）注射完病毒后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
（5）最后，将小鼠重新放回笼中，继续饲养观察。
四、 视网膜下注射
（1）通过腹腔注射安乐死和唑拉西泮（1：1,2.25 mg / kg体重）和盐酸甲苯噻嗪（0.7 mg / kg体重）或替代品的混合物麻醉成年小鼠（即6-8周龄）；
（2）用0.5％的去氧肾上腺素和0.5％的托吡卡胺滴眼液扩张瞳孔；
（3）准备已经加有1.5-2μl病毒微量注射器；
（4）为了方便注射，打开眼睑，使眼睛露出赤道(equator),并在手术显微镜下观察。保持眼睛露出赤道(equator)直到注射结束，防止在注射期间可能发生针的移位。将手指放在眼眶边缘外以便牢牢握住眼球；
（5）在角膜表面涂抹一滴眼用粘弹性溶液；
（6）在角膜顶部放置一个小圆形盖玻片，以显示视网膜；
（7）使用30 G 1/2无菌针头在角膜缘后面的一个小孔处穿孔进行进一步的视网膜下注射。为了方便，是孔位于右眼的下方，左眼的上方；
（8）将微量注射器的33 G钝针穿过预穿孔并进入视网膜下腔，直到感觉到轻度阻力的点为止；
（9）将病毒载体（比如1×106TU /μl）轻轻注入视网膜下空间而不发生震颤，以避免不必要的组织损伤，然后轻轻取出针头；
（10）在手术显微镜下注射后观察视网膜下水泡的形成，以确保视网膜没有出血；
（11）轻轻关闭眼睑以覆盖注射部位；
（12）将小鼠放回笼中，保证小鼠活力。
更多注意事项请查看文章“Limbal Approach-Subretinal Injection of Viral Vectors for Gene Therapy in Mice Retinal Pigment Epithelium”
五、 脑立体定位注射
第一部分：实验前准备
脑立体定位仪，常规手术器械，颅骨钻，微量注射器，干棉球，1% 的戊巴比妥钠，生理盐水，1ml 注射器，小鼠 。
首先，用 1% 的戊巴比妥钠，以腹腔注射的方式麻醉小鼠，注射量为 80mg / 100g 小鼠 。
然后，从饲养笼中取出小鼠 。5-10min 后，麻醉剂起效 。待小鼠麻醉后，用剃毛器将小鼠头部毛发剔除干净 。
第二部分：固定小鼠
将麻醉小鼠剔毛后的固定到立体定位仪上 ；
固定时，先将小鼠门齿卡在适配器门齿夹上，轻轻压上门齿夹横杆，调整适配器高度和前后，使耳杆可以方便进入小鼠外耳道；
左手托起小鼠头部，将左侧耳杆插入小鼠耳道，调节左右侧耳杆使动物头部保持在 U 型开口的中心位置，先锁紧固定一侧耳杆，后旋紧另一侧耳杆，使动物头部不能晃动，同时旋紧门齿夹螺丝；
检查是否固定成功：鼻对正中，头部不动，提尾不掉，目测大脑放置水平。用脱毛膏或者剃刀将需要手术部位的毛发去除。
然后用手术刀划开小鼠头部皮肤，去除颅骨表面结缔组织，暴露前后囟。
根据脑图谱，确定待注射脑区的位置参数，包含离 Bregma 和 Lambda 点的距离以及核团深度。以 Bregma 为 0 点，按照预先确定好的坐标移动颅骨钻，打开合适大小的骨窗（窗口尽量小但又不妨碍实验）。小心地用颅骨钻在注射位点处轻磨颅骨，将颅骨慢慢打薄，当颅骨出现裂缝的时候，用医用注射器的针头小心挑破，防止损伤，如果在此过程中有出血，可以用很小的医药棉球拉成长条形将血吸走，钻孔时一定要控制好，否则很容易在钻通颅骨后一不小心钻头进入脑组织，造成损伤。
第三部分 : 注射病毒
用 PBS 冲洗微量注射器 ( 5μl 规格 ) 3-5 次；
先吸取 1μl 空气，再吸取 1μl 稀释好的病毒 ( 方便病毒充分注射进脑 )，在空气中测试注射器是否通畅；
将微量注射泵，微量注射器组装好，置于钻好的孔上方，针尖与颅骨平行 (Z=0)，微调注射器位置使之与之前钻孔时位置相同。根据定好的深度将注射针缓慢下降。
六、 肌肉注射
（1）限制动物，确保动物的一条后腿自由并稳定注射。 固定动物可能需要两个人。 如果动物在注射期间可以动，则针头可能会导致肌肉损伤。动物固定方法可以参考文章“Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats”；
（2）针应垂直于动物皮肤插入。 使用适当大小的注射器和针头，近似斜面的角度将针头插入，并将材料注入动物的股四头肌（大腿前部）或大腿外侧肌肉块。不要注入后部肌肉，因为它可能会损伤坐骨神经；
（3）如果动物要接受多次肌肉注射，交替腿进行注射。
七、 皮下注射
1. 限制动物自由，但是需要足够松散，保证皮肤能够移动；
2. 如果动物在皮下注射后要做常规处理，请不要使用颈背，此时可以使用背侧臀部或侧腹的皮肤。如果动物要接受多次皮下注射，则换其他部位进行注射；
3. 抓住皮肤，轻轻向上拉，形成“帐篷”形状；
4. 使用适当大小的注射器和针头，将针头以30-45°的角度插入拉起来的皮肤，然后注射。注射保持于拉起来皮肤的手指平行且尽量远离手指；
5. 如果注射成功，将会看到皮肤下的小肿胀。注射结束后，轻轻施加压力以防止回流。
八、 皮内注射
（1）对于皮内注射，通常将动物剃毛以便可以看到皮肤；
（2）用于多次皮内注射的动物的约束可能是困难的。 在这种情况下，化学镇静可能是必要的；
（3）将适当大小的针头以15-30°的角度插入皮肤。 针头不要插入很远，注射遇到阻力即可。另一种方法是在注射部位附近轻轻捏住皮肤，并以非常小的角度插入针头。 这在小鼠中很有用，因为它可以防止它们在注射过程中移动；
（4）如果注射成功，将会看到一个小疱。 它会比周围的皮肤更苍白；
（5）注射后，轻轻施加压力以防止回流。
九、 灌胃
（1）只对受限制的清醒动物进行强效灌胃。 麻醉或镇静会增加误吸的风险
（2）选择使用适当大小的口服喂食针。这些针头的末端有球形尖端，以防止它们进入气管。所需的长度可以将受约束的动物保持向上然后从嘴角开始测量确定；
（3）约束动物，使其头部和身体呈直线垂直，这会使食道变直，使喂食针更容易通过；
（4）将针的球形尖端插入动物的嘴里，并在舌头上方。一旦针头到达正确位置，将针头和注射器向上，轻轻按压上颚，使动物的鼻子朝向天花板。在给大鼠进行胃内给药时，针可能需要在通过喉咙后部时稍微改变方向，如果感受到针上的任何张力都表明需要调整位置。
（5）继续将针送到预定位置。针应该很容易通过，动物不应该喘气或呛到，如果有阻力或动物喘息或者窒息，立即停止并取下针头。
十、 鞘内注射
（1）剔除小鼠腰背部毛发，用75%酒精棉球消毒；
（2）将小鼠引诱至棉手套中，左手固定小鼠，暴露髂脊背部，右手持29 gauge注射针，待其安静后找到髂脊。ICR小鼠L5椎间隙几乎与髂脊平行，L6椎间隙距髂脊水平距离约为3 mm；C57BL/6小鼠L5椎间隙距髂脊水平距离约为1.5 mm，L6椎间隙距髂脊水平距离约为4 mm。
（3）以30°-45°角度插入中线皮肤，髂脊水平向尾部约3 mm处进针（ICR小鼠）或髂脊水平向尾部约4 mm处进针（C57BL/6小鼠），若针不能插入L6椎间隙，进针角度缓慢下调，同时沿着棘突和乳突间的凹槽向前移动针尖，直到插入L5椎间隙，针尖可以进入到椎管约5 mm位置。
（4）针尖进入椎管推入10 μL药液，小鼠尾巴颤抖或突然甩动则证明进针成功。
说明：此方法成熟稳定，无麻醉剂影响，不影响后续行为结果检测，对小鼠产生刺激较小，可尽量减小对实验结果的影响。
十一、 脊神经内注射
（1）健康小鼠在做脊神经结扎前1天禁食禁水；
（2）实验时，将小鼠背部毛发剔除，暴露出皮肤，用异氟烷呼吸麻醉；
（3）待小鼠进入麻醉状态后 ,用碘伏消毒后再用75%酒精棉球消毒，用11号刀片划开小鼠皮肤，具体位置为髂脊中线偏左。开口大小一厘米左右。
（4）接下来，在腰背部中线偏外侧划开，用弯镊沿脊柱方向钝性分离肌肉，暴露第六腰椎横突后，用棉球将横突周围血肉擦拭干净，使用尖镊钳断横突，暴露出神经，使用玻璃电极分离出第五腰神经，用6-0丝线结扎，使用微量注射器沿神经方向在神经外膜下进行注射；
（5）注射时注意速度缓慢匀速，随后剪去线头，将神经回复原位置，缝合肌肉，用碘伏消毒，最后缝上皮肤，再次消毒伤口。
（6）将小鼠放置温暖处待其苏醒。
感谢浏览，希望对您科研之路提供帮助！
一、 尾静脉注射
（1）首先，提取小鼠尾巴，将其放在鼠笼盖或者手背上，并进行适当的安抚；
（2）然后，将小鼠装入固定器中，盖紧盖子，并使尾巴朝外露出用酒精棉球擦拭小鼠尾巴或者用热水、浴霸加热，使其血管扩张；
（3）将尾巴拉直，使其红色静脉清晰可见；
（4）距离鼠尾尖1/3处进针，若进针畅通无阻，则说明针头在血管内；
（5）检查针管内有无回血，如有，则可以注射；
（6）用棉球按压注射点1min左右进行止血；
（7）最后，将小鼠从固定器取下，放回鼠笼中。
补充说明：
（1）大鼠尾静脉注射病毒量参考：文章“AAV9 supports wide-scale transduction of the CNS and TDP-43 disease modeling in adult rats”中给出：6周龄的年轻成年大鼠重约150g。文中AAV9 TDP-43 or AAV9 GFP, 一个典型的剂量是每kg大鼠给药3 x 1013 - 1 x 1014 v.g。确保体积不超过标准建议注射量体积（250克大鼠250-500μL）。对于年轻的成年大鼠，推荐的注射体积是200μl。
二、 颞/面静脉注射
（1）将一只幼崽直接放在湿冰上30-60秒，以麻醉动物。 由于存在低温相关并发症（包括心室颤动，组织缺氧和代谢性酸中毒）的风险，请勿将动物置于冰上太久。文章中告知，30-60秒足以减缓小鼠运动以允许注射。 如果需要更深的麻醉，吸入剂如1-2％的异氟烷可能是合适的。
（2）当动物在冰上时，向注射器中加入30μl伊文思蓝染料。
（3）当动物完全麻醉时（仍然呼吸但在冰上缺乏运动），在显微镜下移动它。对于右手注射，请将对着动物的枪口朝向右侧，将左手食指放在枪口上，左手中指放在耳塞尾部，使耳塞位于食指和中指之间。
（4）检查耳朵前方的毛细血管，当皮肤被操纵时会移动。毛细管并不是目标，而是识别颞/面静脉识别很重要。 接下来，找到毛细管下方的暗阴影静脉，无论皮肤位置如何，毛细管都保持固定。 颞静脉呈阴影状，向腹侧背侧，并进入颈静脉。
（5）进入颞静脉，针斜面向上。 如果正确插入，可以通过皮肤观察针斜角填充血液。 然后慢慢压下柱塞，注意静脉沿着脸部侧面漂白
（5）让针头在静脉内保持10-15秒，以防止注射剂回流。
说明：更多注意事项请阅读文章“Intravenous Injections in Neonatal Mice”。
三、 腹腔注射
（1）首先，从笼中提取小鼠尾巴，并将其放在手背上，进行适当安抚。
（2）然后，左手握小鼠，用拇指、食指捏住小鼠颈背部，用无名指及小指固定其尾和后肢，腹部向上，头呈低位。
（3）右手持注射器，插入小鼠腹部，注射部位为下腹部离腹白线约0.5cm 处，使针头与小鼠腹部约成 30°角刺入腹腔，针头刺入的速度要快，刚开始刺时会有一种明显的抵抗力，那是因为鼠皮具有韧性，后来突然会有一种抵抗力消失的感觉，说明针头已刺入腹腔内，此时回抽没有回血，说明针头没有进入脏器，就可以进行注射。（注意：针头刺入腹腔不宜超过 1cm，进针动作要轻柔，防止刺伤腹部器官）
（4）注射完病毒后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
（5）最后，将小鼠重新放回笼中，继续饲养观察。
四、 视网膜下注射
（1）通过腹腔注射安乐死和唑拉西泮（1：1,2.25 mg / kg体重）和盐酸甲苯噻嗪（0.7 mg / kg体重）或替代品的混合物麻醉成年小鼠（即6-8周龄）；
（2）用0.5％的去氧肾上腺素和0.5％的托吡卡胺滴眼液扩张瞳孔；
（3）准备已经加有1.5-2μl病毒微量注射器；
（4）为了方便注射，打开眼睑，使眼睛露出赤道(equator),并在手术显微镜下观察。保持眼睛露出赤道(equator)直到注射结束，防止在注射期间可能发生针的移位。将手指放在眼眶边缘外以便牢牢握住眼球；
（5）在角膜表面涂抹一滴眼用粘弹性溶液；
（6）在角膜顶部放置一个小圆形盖玻片，以显示视网膜；
（7）使用30 G 1/2无菌针头在角膜缘后面的一个小孔处穿孔进行进一步的视网膜下注射。为了方便，是孔位于右眼的下方，左眼的上方；
（8）将微量注射器的33 G钝针穿过预穿孔并进入视网膜下腔，直到感觉到轻度阻力的点为止；
（9）将病毒载体（比如1×106TU /μl）轻轻注入视网膜下空间而不发生震颤，以避免不必要的组织损伤，然后轻轻取出针头；
（10）在手术显微镜下注射后观察视网膜下水泡的形成，以确保视网膜没有出血；
（11）轻轻关闭眼睑以覆盖注射部位；
（12）将小鼠放回笼中，保证小鼠活力。
更多注意事项请查看文章“Limbal Approach-Subretinal Injection of Viral Vectors for Gene Therapy in Mice Retinal Pigment Epithelium”
五、 脑立体定位注射
第一部分：实验前准备
脑立体定位仪，常规手术器械，颅骨钻，微量注射器，干棉球，1% 的戊巴比妥钠，生理盐水，1ml 注射器，小鼠 。
首先，用 1% 的戊巴比妥钠，以腹腔注射的方式麻醉小鼠，注射量为 80mg / 100g 小鼠 。
然后，从饲养笼中取出小鼠 。5-10min 后，麻醉剂起效 。待小鼠麻醉后，用剃毛器将小鼠头部毛发剔除干净 。
第二部分：固定小鼠
将麻醉小鼠剔毛后的固定到立体定位仪上 ；
固定时，先将小鼠门齿卡在适配器门齿夹上，轻轻压上门齿夹横杆，调整适配器高度和前后，使耳杆可以方便进入小鼠外耳道；
左手托起小鼠头部，将左侧耳杆插入小鼠耳道，调节左右侧耳杆使动物头部保持在 U 型开口的中心位置，先锁紧固定一侧耳杆，后旋紧另一侧耳杆，使动物头部不能晃动，同时旋紧门齿夹螺丝；
检查是否固定成功：鼻对正中，头部不动，提尾不掉，目测大脑放置水平。用脱毛膏或者剃刀将需要手术部位的毛发去除。
然后用手术刀划开小鼠头部皮肤，去除颅骨表面结缔组织，暴露前后囟。
根据脑图谱，确定待注射脑区的位置参数，包含离 Bregma 和 Lambda 点的距离以及核团深度。以 Bregma 为 0 点，按照预先确定好的坐标移动颅骨钻，打开合适大小的骨窗（窗口尽量小但又不妨碍实验）。小心地用颅骨钻在注射位点处轻磨颅骨，将颅骨慢慢打薄，当颅骨出现裂缝的时候，用医用注射器的针头小心挑破，防止损伤，如果在此过程中有出血，可以用很小的医药棉球拉成长条形将血吸走，钻孔时一定要控制好，否则很容易在钻通颅骨后一不小心钻头进入脑组织，造成损伤。
第三部分 : 注射病毒
用 PBS 冲洗微量注射器 ( 5μl 规格 ) 3-5 次；
先吸取 1μl 空气，再吸取 1μl 稀释好的病毒 ( 方便病毒充分注射进脑 )，在空气中测试注射器是否通畅；
将微量注射泵，微量注射器组装好，置于钻好的孔上方，针尖与颅骨平行 (Z=0)，微调注射器位置使之与之前钻孔时位置相同。根据定好的深度将注射针缓慢下降。
六、 肌肉注射
（1）限制动物，确保动物的一条后腿自由并稳定注射。 固定动物可能需要两个人。 如果动物在注射期间可以动，则针头可能会导致肌肉损伤。动物固定方法可以参考文章“Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats”；
（2）针应垂直于动物皮肤插入。 使用适当大小的注射器和针头，近似斜面的角度将针头插入，并将材料注入动物的股四头肌（大腿前部）或大腿外侧肌肉块。不要注入后部肌肉，因为它可能会损伤坐骨神经；
（3）如果动物要接受多次肌肉注射，交替腿进行注射。
七、 皮下注射
1. 限制动物自由，但是需要足够松散，保证皮肤能够移动；
2. 如果动物在皮下注射后要做常规处理，请不要使用颈背，此时可以使用背侧臀部或侧腹的皮肤。如果动物要接受多次皮下注射，则换其他部位进行注射；
3. 抓住皮肤，轻轻向上拉，形成“帐篷”形状；
4. 使用适当大小的注射器和针头，将针头以30-45°的角度插入拉起来的皮肤，然后注射。注射保持于拉起来皮肤的手指平行且尽量远离手指；
5. 如果注射成功，将会看到皮肤下的小肿胀。注射结束后，轻轻施加压力以防止回流。
八、 皮内注射
（1）对于皮内注射，通常将动物剃毛以便可以看到皮肤；
（2）用于多次皮内注射的动物的约束可能是困难的。 在这种情况下，化学镇静可能是必要的；
（3）将适当大小的针头以15-30°的角度插入皮肤。 针头不要插入很远，注射遇到阻力即可。另一种方法是在注射部位附近轻轻捏住皮肤，并以非常小的角度插入针头。 这在小鼠中很有用，因为它可以防止它们在注射过程中移动；
（4）如果注射成功，将会看到一个小疱。 它会比周围的皮肤更苍白；
（5）注射后，轻轻施加压力以防止回流。
九、 灌胃
（1）只对受限制的清醒动物进行强效灌胃。 麻醉或镇静会增加误吸的风险
（2）选择使用适当大小的口服喂食针。这些针头的末端有球形尖端，以防止它们进入气管。所需的长度可以将受约束的动物保持向上然后从嘴角开始测量确定；
（3）约束动物，使其头部和身体呈直线垂直，这会使食道变直，使喂食针更容易通过；
（4）将针的球形尖端插入动物的嘴里，并在舌头上方。一旦针头到达正确位置，将针头和注射器向上，轻轻按压上颚，使动物的鼻子朝向天花板。在给大鼠进行胃内给药时，针可能需要在通过喉咙后部时稍微改变方向，如果感受到针上的任何张力都表明需要调整位置。
（5）继续将针送到预定位置。针应该很容易通过，动物不应该喘气或呛到，如果有阻力或动物喘息或者窒息，立即停止并取下针头。
十、 鞘内注射
（1）剔除小鼠腰背部毛发，用75%酒精棉球消毒；
（2）将小鼠引诱至棉手套中，左手固定小鼠，暴露髂脊背部，右手持29 gauge注射针，待其安静后找到髂脊。ICR小鼠L5椎间隙几乎与髂脊平行，L6椎间隙距髂脊水平距离约为3 mm；C57BL/6小鼠L5椎间隙距髂脊水平距离约为1.5 mm，L6椎间隙距髂脊水平距离约为4 mm。
（3）以30°-45°角度插入中线皮肤，髂脊水平向尾部约3 mm处进针（ICR小鼠）或髂脊水平向尾部约4 mm处进针（C57BL/6小鼠），若针不能插入L6椎间隙，进针角度缓慢下调，同时沿着棘突和乳突间的凹槽向前移动针尖，直到插入L5椎间隙，针尖可以进入到椎管约5 mm位置。
（4）针尖进入椎管推入10 μL药液，小鼠尾巴颤抖或突然甩动则证明进针成功。
说明：此方法成熟稳定，无麻醉剂影响，不影响后续行为结果检测，对小鼠产生刺激较小，可尽量减小对实验结果的影响。
十一、 脊神经内注射
（1）健康小鼠在做脊神经结扎前1天禁食禁水；
（2）实验时，将小鼠背部毛发剔除，暴露出皮肤，用异氟烷呼吸麻醉；
（3）待小鼠进入麻醉状态后 ,用碘伏消毒后再用75%酒精棉球消毒，用11号刀片划开小鼠皮肤，具体位置为髂脊中线偏左。开口大小一厘米左右。
（4）接下来，在腰背部中线偏外侧划开，用弯镊沿脊柱方向钝性分离肌肉，暴露第六腰椎横突后，用棉球将横突周围血肉擦拭干净，使用尖镊钳断横突，暴露出神经，使用玻璃电极分离出第五腰神经，用6-0丝线结扎，使用微量注射器沿神经方向在神经外膜下进行注射；
（5）注射时注意速度缓慢匀速，随后剪去线头，将神经回复原位置，缝合肌肉，用碘伏消毒，最后缝上皮肤，再次消毒伤口。
（6）将小鼠放置温暖处待其苏醒。
感谢浏览，希望对您科研之路提供帮助！
